Вопросы вирусологии. 2022; 67: 153-164
Анализ полногеномной последовательности изолята вируса африканской чумы свиней (Asfarviridae: Asfivirus: African swine fever virus), выделенного от дикого кабана (Sus scrofa) на границе Российской Федерации и Монголии
https://doi.org/10.36233/0507-4088-104Аннотация
Введение. Возбудитель африканской чумы свиней (Asfarviridae: Asfivirus: African swine fever virus) (АЧС) – двухцепочечный ДНК-вирус размерами 175–215 нм. На сегодняшний день известно 24 его генотипа. Кластеризация вирусов АЧС II генотипа проводится путём изучения ограниченного числа выбранных областей генома. Несмотря на относительно высокую скорость накопления замен в геноме этого инфекционного агента по сравнению с другими ДНК-содержащими вирусами, число известных геномных молекулярных маркёров для изолятов II генотипа до настоящего времени недостаточно для детальной субкластеризации.
Целями данной работы являлись сравнительный анализ изолята вируса АЧС ASFV/Zabaykali/WB5314/2020 и определение дополнительных молекулярных маркёров, использование которых возможно при кластеризации вируса II генотипа.
Материал и методы. В работе использован изолят вируса АЧС ASFV/Zabaykali/WB-5314/2020. Библиотеку последовательностей конструировали с использованием набора Nextera XT DNA library preparation kit (Illumina, США) с помощью методики секвенирования нового поколения (next generation sequencing, NGS).
Результаты. Длина генома исследуемого изолята составила 189 380 п.н., число открытых рамок считывания (ОРС) – 189. При сравнении с референтным геномом Georgia 2007/1 у варианта обнаружены 33 однонуклеотидных полиморфизма (ОНП). Из них 13 локализуются в межгенных областей 10 приводят к изменению аминокислотных последовательностей кодируемых белков и 10 – оказывают влияние на ОРС генов вируса АЧС.
Обсуждение. По данным анализа межгенных областей ASFV/Zabaykali/WB-5314/2020 группируется отдельно от нескольких изолятов из Польши и 3 – из Китайской Народной Республики (КНР), поскольку не содержит тандемных повторов (tandem repeat sequences, TRS). В то же время при построении филогенетического дерева на основании секвенирования гена DP60R данный изолят оказался объединённым с таковыми из КНР и Польши. При этом филогенетический анализ полногеномных последовательностей подтвердил результаты предшествующих исследований по кластеризации вирусов АЧС II генотипа, а вариант ASFV/Zabaykali/WB-5314/2020 оказался распределённым в группу с изолятами из Китая.
Заключение. Идентифицирована новая вариабельная область генома вируса АЧС – ген DP60R, кластеризация по которому дала результат, аналогичный таковому при анализе полноразмерных геномов. Можно предполагать, что дальнейшие работы по групповому распределению изолятов вируса АЧС, базирующиеся на изучении последовательности этого гена, позволят выявить значимость данной генной структуры для научных изысканий в отношении эволюции инфекционного агента и путей его распространения.
Список литературы
1. Achenbach J.E., Gallardo C., Nieto-Pelegrin E., Rivera-Arroyo B., Degefa-Negi T., Arias M., et al. Identification of a new genotype of African swine fever virus in domestic pigs from Ethiopia. Transbound. Emerg. Dis. 2017; 64(5): 1393–404. https://doi.org/10.1111/tbed.12511
2. OIE Terrestrial Manual. African swine fever virus (Infection with African swine fever virus); 2019. Available at: https://www.oie.int/fileadmin/Home/eng/Health_standards/tahm/3.08.01_ASF.pdf (accessed January 14, 2021).
3. Alkhamis M.A., Gallardo C., Jurado C., Soler A., Arias M., SánchezVizcaíno J.M. Phylodynamics and evolutionary epidemiology of African swine fever p72-CVR genes in Eurasia and Africa. PLoS One. 2018; 13(2): e0192565. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0192565
4. Bastos A.D.S., Penrith M.L., Crucière C., Edrich J.L., Hutchings G., Roger F., et al. Genotyping field strains of African swine fever virus by partial p72 gene characterization. Arch. Virol. 2003; 148(4): 693–706. https://doi.org/10.1007/s00705-002-0946-8
5. Blasco R., Aguero M., Almendral J.M., Viñuela E. Variable and constant regions in African swine fever virus DNA. Virology. 1989; 168(2): 330–8. https://doi.org/10.1016/0042-6822(89)90273-0
6. Blasco R., de la Vega I., Almazan F., Aguero M., Viñuela E. Genetic variation of African swine fever virus: Variable regions near the ends of the viral DNA. Virology. 1989; 173(1): 251–7. https://doi.org/10.1016/0042-6822(89)90241-9
7. Mazloum A., van Schalkwyk A., Shotin A., Igolkin A., Shevchenko I., Gruzdev K.N., et al. Comparative analysis of full genome sequences of African swine fever virus isolates taken from wild boars in Russia in 2019. Pathogens. 2021; 10(5): 521. https://doi.org/10.3390/pathogens10050521
8. Elsukova A., Shevchenko I.V., Varentsova A.A. Tandem repeat sequence in the intergenic region MGF 505 9R/10R is a new marker of the genetic variability among ASF Genotype II viruses. In: Proceedings of 10th Annual Meeting EPIZONE. Madrid; 2016: 78. Available at: https://www.epizone-eu.net/upload_mm/8/4/2/ b267aa36-5e28-4fed-aa9c-992209f9d3f7_Epizone10thAM_AbstractBookMeeting2016Madrid.pdf (accessed January 14, 2021).
9. Gallardo C., Fernández-Pinero J., Pelayo V., Gazaev I., MarkowskaDaniel I., Pridotkas G., et al. Genetic variation among African swine fever genotype II viruses, Eastern and Central Europe. Emerg. Infect. Dis. 2014; 20(9): 1544–7. https://doi.org/10.3201/eid2009.140554
10. Ge S., Li J., Fan X., Liu F., Li L., Wang Q., et al. Molecular characterization of African swine fever virus, China, 2018. Emerg. Infect. Dis. 2018; 24(11): 2131–3. https://doi.org/10.3201/eid2411.181274
11. Greig A.S., Boulanger P., Bannister G.L. African swine fever. V. Cultivation of the virus in primary pig kidney cells. Can. J. Comp. Med. Vet. Sci. 1967; 31(1): 24–31.
12. Kumar S., Stecher G., Li M., Knyaz C., Tamura K. MEGA X: Molecular Evolutionary Genetics Analysis across computing platforms. Mol. Biol. Evol. 2018; 35(6): 1547–9. https://doi.org/10.1093/molbev/msy096
13. Мазлум А., Шарипова Д.В., Гаврилова В.Л. Методические рекомендации по выделению и титрованию вируса африканской чумы свиней в культуре клеток селезёнки свиней. Владимир; 2019.
14. Nei M., Kumar S. Molecular Evolution and Phylogenetics. New York: Oxford University Press; 2000.
15. Ortín J., Enjuanes L., Viñuela E. Cross-links in African swine fever virus DNA. J. Virol. 1979; 31(3): 579–83. https://doi.org/10.1128/jvi.31.3.579-583.1979
16. Portugal R., Coelho J., Höper D., Little N.S., Smithson C., Upton C., et al. Related strains of African swine fever virus with different virulence: genome comparison and analysis. J. Gen. Virol. 2015; 96(Pt. 2): 408–19. https://doi.org/10.1099/vir.0.070508-0
17. Федеральная служба по ветеринарному и фитосанитарному надзору (Россельхознадзор). Эпизоотическая ситуация по АЧС в Российской Федерации в 2020 г. Available at: https://fsvps.gov.ru/fsvps-docs/ru/iac/asf/2020/12-31/01.pdf (accessed January 14, 2021).
18. Wen X., He X., Zhang X., Zhang X., Liu L., Guan Y., et al. Genome sequences derived from pig and dried blood pig feed samples provide important insights into the transmission of African swine fever virus in China in 2018. Emerg. Microbes Infect. 2019; 8(1): 303–6. https://doi.org/10.1080/22221751.2019.1565915
Problems of Virology. 2022; 67: 153-164
Analysis of the whole-genome sequence of an ASF virus (Asfarviridae: Asfivirus: African swine fever virus) isolated from a wild boar (Sus scrofa) at the border between Russian Federation and Mongolia
https://doi.org/10.36233/0507-4088-104Abstract
Introduction. The causative agent of African swine fever (Asfarviridae: Asfivirus: African swine fever virus) (ASF) is a double-stranded DNA virus of 175–215 nm. To date, 24 of its genotypes are known. Clustering of ASF genotype II isolates is carried out by examining a limited number of selected genome markers. Despite the relatively high rate of mutations in the genome of this infectious agent compared to other DNA viruses, the number of known genome molecular markers for genotype II isolates is still insufficient for detailed subclustering. The aims of this work were the comparative analysis of ASFV/Zabaykali/WB-5314/2020 virus isolate and determination of additional molecular markers which can be used for clustering of viral genotype II sequences. Material and methods. ASF virus isolate ASFV/Zabaykali/WB-5314/2020 was used to extract genomic DNA (gDNA). Sequencing libraries were constructed using the Nextera XT DNA library prepare kit (Illumina, USA) using the methodology of the next generation sequencing (NGS). Results. The genome length was 189,380 bp, and the number of open reading frames (ORFs) was 189. In comparison with the genome of reference isolate Georgia 2007/1, 33 single nucleotide polymorphisms (SNPs) were identified, of which 13 were localized in the intergenic region, 10 resulted to the changes in the amino acid sequences of the encoded proteins, and 10 affected the ORF of ASF virus genes. Discussion. When analyzing intergenic regions, the ASFV/Zabaykali/WB-5314/2020 isolate is grouped separately from a number of isolates from Poland and three isolates from People’s Republic of China (PRC), since it does not harbor additional tandem repeat sequence (TRS). At the same time, the construction of a phylogenetic tree based on DP60R gene sequencing relates ASFV/Zabaykali/WB-5314/2020 to isolates from PRC and Poland. Moreover, phylogenetic analysis of full-genome sequences confirmed previous studies on the grouping of viruses of genotype II, and as for the studied isolate, it was grouped with the variants from China. Conclusion. A new variable region was identified, the DP60R gene, clustering for which gave a result similar to the analysis of full-length genomes. Probably, further study of the distribution of ASF virus isolates by groups based on the analysis of this gene sequences will reveal its significance for studying the evolution of the virus and its spread.
References
1. Achenbach J.E., Gallardo C., Nieto-Pelegrin E., Rivera-Arroyo B., Degefa-Negi T., Arias M., et al. Identification of a new genotype of African swine fever virus in domestic pigs from Ethiopia. Transbound. Emerg. Dis. 2017; 64(5): 1393–404. https://doi.org/10.1111/tbed.12511
2. OIE Terrestrial Manual. African swine fever virus (Infection with African swine fever virus); 2019. Available at: https://www.oie.int/fileadmin/Home/eng/Health_standards/tahm/3.08.01_ASF.pdf (accessed January 14, 2021).
3. Alkhamis M.A., Gallardo C., Jurado C., Soler A., Arias M., SánchezVizcaíno J.M. Phylodynamics and evolutionary epidemiology of African swine fever p72-CVR genes in Eurasia and Africa. PLoS One. 2018; 13(2): e0192565. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0192565
4. Bastos A.D.S., Penrith M.L., Crucière C., Edrich J.L., Hutchings G., Roger F., et al. Genotyping field strains of African swine fever virus by partial p72 gene characterization. Arch. Virol. 2003; 148(4): 693–706. https://doi.org/10.1007/s00705-002-0946-8
5. Blasco R., Aguero M., Almendral J.M., Viñuela E. Variable and constant regions in African swine fever virus DNA. Virology. 1989; 168(2): 330–8. https://doi.org/10.1016/0042-6822(89)90273-0
6. Blasco R., de la Vega I., Almazan F., Aguero M., Viñuela E. Genetic variation of African swine fever virus: Variable regions near the ends of the viral DNA. Virology. 1989; 173(1): 251–7. https://doi.org/10.1016/0042-6822(89)90241-9
7. Mazloum A., van Schalkwyk A., Shotin A., Igolkin A., Shevchenko I., Gruzdev K.N., et al. Comparative analysis of full genome sequences of African swine fever virus isolates taken from wild boars in Russia in 2019. Pathogens. 2021; 10(5): 521. https://doi.org/10.3390/pathogens10050521
8. Elsukova A., Shevchenko I.V., Varentsova A.A. Tandem repeat sequence in the intergenic region MGF 505 9R/10R is a new marker of the genetic variability among ASF Genotype II viruses. In: Proceedings of 10th Annual Meeting EPIZONE. Madrid; 2016: 78. Available at: https://www.epizone-eu.net/upload_mm/8/4/2/ b267aa36-5e28-4fed-aa9c-992209f9d3f7_Epizone10thAM_AbstractBookMeeting2016Madrid.pdf (accessed January 14, 2021).
9. Gallardo C., Fernández-Pinero J., Pelayo V., Gazaev I., MarkowskaDaniel I., Pridotkas G., et al. Genetic variation among African swine fever genotype II viruses, Eastern and Central Europe. Emerg. Infect. Dis. 2014; 20(9): 1544–7. https://doi.org/10.3201/eid2009.140554
10. Ge S., Li J., Fan X., Liu F., Li L., Wang Q., et al. Molecular characterization of African swine fever virus, China, 2018. Emerg. Infect. Dis. 2018; 24(11): 2131–3. https://doi.org/10.3201/eid2411.181274
11. Greig A.S., Boulanger P., Bannister G.L. African swine fever. V. Cultivation of the virus in primary pig kidney cells. Can. J. Comp. Med. Vet. Sci. 1967; 31(1): 24–31.
12. Kumar S., Stecher G., Li M., Knyaz C., Tamura K. MEGA X: Molecular Evolutionary Genetics Analysis across computing platforms. Mol. Biol. Evol. 2018; 35(6): 1547–9. https://doi.org/10.1093/molbev/msy096
13. Mazlum A., Sharipova D.V., Gavrilova V.L. Metodicheskie rekomendatsii po vydeleniyu i titrovaniyu virusa afrikanskoi chumy svinei v kul'ture kletok selezenki svinei. Vladimir; 2019.
14. Nei M., Kumar S. Molecular Evolution and Phylogenetics. New York: Oxford University Press; 2000.
15. Ortín J., Enjuanes L., Viñuela E. Cross-links in African swine fever virus DNA. J. Virol. 1979; 31(3): 579–83. https://doi.org/10.1128/jvi.31.3.579-583.1979
16. Portugal R., Coelho J., Höper D., Little N.S., Smithson C., Upton C., et al. Related strains of African swine fever virus with different virulence: genome comparison and analysis. J. Gen. Virol. 2015; 96(Pt. 2): 408–19. https://doi.org/10.1099/vir.0.070508-0
17. Federal'naya sluzhba po veterinarnomu i fitosanitarnomu nadzoru (Rossel'khoznadzor). Epizooticheskaya situatsiya po AChS v Rossiiskoi Federatsii v 2020 g. Available at: https://fsvps.gov.ru/fsvps-docs/ru/iac/asf/2020/12-31/01.pdf (accessed January 14, 2021).
18. Wen X., He X., Zhang X., Zhang X., Liu L., Guan Y., et al. Genome sequences derived from pig and dried blood pig feed samples provide important insights into the transmission of African swine fever virus in China in 2018. Emerg. Microbes Infect. 2019; 8(1): 303–6. https://doi.org/10.1080/22221751.2019.1565915
