Вопросы вирусологии. 2020; 65: 113-118
Метод оценки нейраминидазной активности препаратов RDE с помощью вируса гриппа
https://doi.org/10.36233/0507-4088-2020-65-2-113-118Аннотация
Введение. Для определения уровня противовирусных антител в сыворотках крови людей и животных используют классическую реакцию торможения гемагглютинации (РТГА). При постановке РТГА требуется обработка исследуемых сывороток рецептор-разрушающим ферментом (RDE) для удаления сывороточных гликанов, нарушающих точность реакции РТГА. При использовании препаратов RDE для оптимизации их количества в РТГА необходимо знать их реальную нейраминидазную активность. В настоящей статье разработан простой и экономичный метод тестирования нейраминидазной активности рецептор-разрушающих препаратов с использованием стандартного лабораторного реагентного оснащения и оборудования.
Цель - разработать усовершенствованный простой и удобный метод для оценки активности нейраминидазы с помощью вируса гриппа.
Материал и методы. В основе метода лежит способность нейраминидазы гидролизовать остатки сиаловой кислоты на клеточной поверхности эритроцитов, что лишает эритроциты способности к агглютинации вирусом гриппа, так как именно к этим остаткам прикрепляется вирус, вызывая их агглютинацию.
Результаты и обсуждение. Разработан простой и удобный метод для оценки активности нейраминидазы способом двукратных разведений с эритроцитами человека или животных и последующей инкубацией с вирусом гриппа А для тестирования гемагглютинации.
Заключение. Метод позволяет точно оценить рецептор-разрушающую (нейраминидазную) активность препаратов RDE и сравнить их между собой, что необходимо для оптимизации постановки РТГА при мониторинге сывороток крови животных и людей, больных или переболевших острой респираторной вирусной инфекцией, в том числе гриппом. Разработанный метод может быть включён в регламент методических указаний для постановки РТГА при мониторинге гриппа и других острых респираторных вирусных инфекций в различных лабораториях.
Список литературы
1. Hirst G.K. The quantitative determination of influenza virus and antibodies by means of red cell agglutination. J. Exp. Med. 1942; 75(1): 49-64. DOI: http://doi.org/10.1084/jem.75.1.49
2. Salk J.E. Simplified procedure for titrating hemagglutinating capacity of influenza virus and the corresponding antibody. J. Immunol. 1944; 49(2): 87-98.
3. Liebowitz D., Gottlieb K., Kolhatkar N.S., Garg S.J., Asher J.M., Nazareno J., et al. Efficacy, immunogenicity, and safety of an oral influenza vaccine: a placebo-controlled and active-controlled phase 2 human challenge study. Lancet Infect. Dis. 2020; 20(4): 435-44. DOI: http://doi.org/10.1016/S1473-3099(19)30584-5
4. Burnett F.M., Stone J.D. The receptor destroying enzyme of Vibrio Cholerae. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 1947; 25: 227-33.
5. Жирнов О.П. Биохимические вариации цитолитического действия ортомиксо- и парамиксовирусов в культуре клеток из легочной опухоли человека. Биохимия. 2017; 82(9): 1345-53.
6. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of proteindye binding. Anal. Biochem. 1976; 72(1-2): 248-54. DOI: http://doi.org/10.1006/abio.1976.9999
7. Ernst O., Zor T. Linearization of the Bradford protein assay. J. Vis. Exp. 2010; (38): pii 1918. DOI: http://doi.org/10.3791/1918
8. Leang S.K., Hurt A.C. Fluorescence-based neuraminidase inhibition assay to assess the susceptibility of influenza viruses to the neuraminidase inhibitor class of antivirals. J. Vis. Exp. 2017; (122): e55570. DOI: http://doi.org/10.3791/55570
9. Viswanathan K., Chandrasekaran A., Srinivasan A., Raman R., Sasisekharan V., Sasisekharan R. Glycans as receptors for influenza pathogenesis. Glycoconj J. 2010; 27(6): 561-70. DOI: http://doi.org/10.1007/s10719-010-9303-4
10. Mayr J., Lau K., Lai J.C.C., Gagarinov I.A., Shi Y., McAtamney S., et al. Unravelling the role of o-glycans in influenza a virus infection. Sci. Rep. 2018; 8(1): 16382. DOI: http://doi.org/10.1038/s41598-018-34175-3
Problems of Virology. 2020; 65: 113-118
Method for evaluating the neuraminidase activity of receptor-destroying enzyme (RDE) compounds using the influenza virus
https://doi.org/10.36233/0507-4088-2020-65-2-113-118Abstract
Introduction. The classic hemagglutination inhibition reaction (RTGA) is used to determine the level of antiviral antibodies in human and animal serum specimens. During the performance of RTGA the tested sera must be treated with a receptor-destroying enzyme (RDE) to remove serum glycans that degrade the accuracy of the RTGA results. To optimize the amounts of RDE compounds used, it is necessary to know their real neuraminidase activity. This article describes a simple and economical method for testing the neuraminidase activity of receptor-destroying compounds using standard reagents and laboratory equipment.
Aims of investigation. Design of an improved simple and convenient method for evaluating the neuraminidase activity using the flu virus.
Material and methods. Here, we propose a convenient method for evaluating the activity of neuraminidase by double-fold dilution procedure with human or animal erythrocytes followed by hemagglutination assay with influenza A virus.
Results and discussion. The method is based on the ability of neuraminidase to hydrolyze sialic acid residues on the cell surface of erythrocytes, that deprives red blood cells to be agglutinated with the flu virus, since these sialic glycans provide virus attachment and hemagglutination.
Conclusion. The designed method allows the accurate measurement of the receptor-destroying (neuraminidase) activity of RDE compounds and the comparison of the compounds with each other. This test is necessary to optimize the RTGA protocol when monitoring blood sera of animals and humans after influenza infection and/or Acute Respiratory diseases (ARD). The designed method can be included in the guidelines of regulations for the RTGA protocol, which is used in different laboratories to monitor the epidemic process of influenza and ARD infections.
References
1. Hirst G.K. The quantitative determination of influenza virus and antibodies by means of red cell agglutination. J. Exp. Med. 1942; 75(1): 49-64. DOI: http://doi.org/10.1084/jem.75.1.49
2. Salk J.E. Simplified procedure for titrating hemagglutinating capacity of influenza virus and the corresponding antibody. J. Immunol. 1944; 49(2): 87-98.
3. Liebowitz D., Gottlieb K., Kolhatkar N.S., Garg S.J., Asher J.M., Nazareno J., et al. Efficacy, immunogenicity, and safety of an oral influenza vaccine: a placebo-controlled and active-controlled phase 2 human challenge study. Lancet Infect. Dis. 2020; 20(4): 435-44. DOI: http://doi.org/10.1016/S1473-3099(19)30584-5
4. Burnett F.M., Stone J.D. The receptor destroying enzyme of Vibrio Cholerae. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 1947; 25: 227-33.
5. Zhirnov O.P. Biokhimicheskie variatsii tsitoliticheskogo deistviya ortomikso- i paramiksovirusov v kul'ture kletok iz legochnoi opukholi cheloveka. Biokhimiya. 2017; 82(9): 1345-53.
6. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of proteindye binding. Anal. Biochem. 1976; 72(1-2): 248-54. DOI: http://doi.org/10.1006/abio.1976.9999
7. Ernst O., Zor T. Linearization of the Bradford protein assay. J. Vis. Exp. 2010; (38): pii 1918. DOI: http://doi.org/10.3791/1918
8. Leang S.K., Hurt A.C. Fluorescence-based neuraminidase inhibition assay to assess the susceptibility of influenza viruses to the neuraminidase inhibitor class of antivirals. J. Vis. Exp. 2017; (122): e55570. DOI: http://doi.org/10.3791/55570
9. Viswanathan K., Chandrasekaran A., Srinivasan A., Raman R., Sasisekharan V., Sasisekharan R. Glycans as receptors for influenza pathogenesis. Glycoconj J. 2010; 27(6): 561-70. DOI: http://doi.org/10.1007/s10719-010-9303-4
10. Mayr J., Lau K., Lai J.C.C., Gagarinov I.A., Shi Y., McAtamney S., et al. Unravelling the role of o-glycans in influenza a virus infection. Sci. Rep. 2018; 8(1): 16382. DOI: http://doi.org/10.1038/s41598-018-34175-3
