Вопросы вирусологии. 2019; 64: 291-297
Быстрый иммунохимический метод выявления ортопоксвирусов (Orthopoxvirus, Chordopoxvirinae, Poxviridae)
https://doi.org/10.36233/0507-4088-2019-64-6-291-297Аннотация
Цель исследования – разработка чувствительного, быстрого и простого в применении иммунохимического метода для выявления ортопоксвирусов во внелабораторных условиях.
Материал и методы. В работе использовали культуральный вирус осповакцины (ВОВ) с разной степенью очистки и кроличьи поликлональные антиоспенные антитела класса IgG. Анализ выполняли на основе ранее разработанного набора для дот-иммуноанализа на плоских белковых матрицах.
Результаты и обсуждение. Установлено, что одностадийный дот-иммуноанализ может быть выполнен с использованием поликлональных антител как в качестве иммобилизованного на подложке реагента захвата, так и связанного с частицами коллоидного золота реагента детекции. Показана обратная зависимость эффективности выявления ВОВ от степени очистки препаратов от субвирусных структур. В неочищенном препарате чувствительность ускоренного определения вируса оказалась примерно в 30 раз выше, чем в чистом вирусном материале. Увеличение чувствительности, вероятно, происходит за счёт формирования на субвирусных структурах крупных агрегатов сенсибилизированных частиц золота и одновременного связывания их с антителами захвата на подложке. Тест специфичен и не выявляет перекрёстных реакций с гетерогенными вирусами, вызывающими экзантематозные заболевания.
Заключение. Ускоренный вариант дот-иммуноанализа позволяет сократить определение до 40 мин и обеспечить чувствительность выявления ВОВ в неочищенных вирусных препаратах до диапазона 105–104 БОЕ/мл. Полная укомплектованность, простота выполнения анализа и возможность визуального учёта результатов позволяют применять тест во внелабораторных условиях.
Список литературы
1. Rimoin A.W., Graham B.S. Whither monkeypox vaccination. Vaccine. 2011; 29(Suppl. 4): D60-4. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2011.09.004
2. Бондарев В.П., Терентьев А.И., Мельников С.А., Бондарева Т.А. Внедрение таблетированной оспенной вакцины «ТЭОВАК» в серийное производство для обеспечения биологической безопасности населения Российской Федерации. Проблемы особо опасных инфекций. 2010; (2): 66-8.
3. Fitzgibbon J.E., Sagripanti J. Simultaneous identification of orthopoxviruses and alphaviruses by oligonucleotide macroarray with special emphasis on detection of variola and Venezuelan equine encephalitis viruses. J. Virol. Methods. 2006; 131(2): 160-7. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2005.08.007
4. Максютов Р.А. Комплексный подход к видоспецифичной детекции вируса оспы коров. Проблемы особо опасных инфекций. 2016; (4): 60-3. DOI: https://doi.org/10.21055/0370-1069-2016-4-60-63
5. Pulford D., Meyer H., Brightwell G., Damon I., Kline R., Ulaeto D. Amplification refractory mutation system PCR assays for the detection of variola and Orthopoxvirus. J. Virol. Methods. 2004; 117(1): 81-90. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2004.01.001
6. Probst A., Besse A., Favry E., Imbert G., Tanchou V., Castell F.A., et al. Human CD4 T cell epitopes selective for Vaccinia versus Variola virus. Mol. Immunol. 2013; 53(4): 453- 9. DOI: https://doi.org/10.1016/j.molimm.2012.10.011
7. Chen L., Wang H., Guo T., Xiao C., Liu L., Zhang X., et al. A rapid point-of-care test for dengue virus-1 based on a lateral flow assay with a near-infrared fluorescent dye. J. Immunol. Methods. 2018; 456: 23-7. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jim.2018.02.005
8. Ерш А.В., Полтавченко А.Г., Пьянков С.А., Агафонов А.П., Кривенчук Н.А., Буторин Д.В. Метод комплексной оценки гуморального иммунитета к детским вакциноуправляемым вирусным инфекциям. Вопросы вирусологии. 2015; 60(1): 45-9.
9. Poltavchenko A.G., Nechitaylo O.V., Filatov P.V., Ersh A.V., Gureyev V.N. Multiplex method for initial complex testing of antibodies to blood transmitted diseases agents. J. Virol. Methods. 2016; 236: 231-6. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2016.08.003
10. Скоупс Р. Методы очистки белков. Пер с англ. М.: Мир; 1985: 66-72.
11. Poltavchenko A.G., Zaytzev B.N., Ersh A.V., Korneev D.V., Taranov O.S., Filatov P.V., et al. The selection and optimization of the detection system for self-contained multiplexed dot-immunoassay. J. Immunoassay Immunochem. 2016; 37(5): 540-54. DOI: https://doi.org/10.1080/15321819.2016.1174134
12. Poltavchenko A.G., Zaitsev B.N., Ersh A.V., Taranov O.S., Korneev D.V., Nikonov A.M. Selection of Substrate Material for Protein Matrices. Prot. Met. Phys. Chem+. 2016; 52(2): 301-7. DOI: https://doi.org/10.1134/S2070205116020234
Problems of Virology. 2019; 64: 291-297
Rapid immunochemical method for the detection of orthopoxviruses (Orthopoxvirus, Chordopoxvirinae, Poxviridae)
https://doi.org/10.36233/0507-4088-2019-64-6-291-297Abstract
Objectives and purposes. Development of a sensitive, fast and easy-to-use immunochemical test for the detection of orthopoxviruses in the «point of care» format.
Material and methods. We used preparations of cultural vaccinia virus (VV) with varying degrees of purification, polyclonal antibodies from hyperimmune rabbit serum, and equipment from a previously developed autonomous kit for dot-immunoassay on flat protein arrays.
Results and discussion. It has been established that rabbit polyclonal antibodies can be used in a single-stage dotanalysis, both as a capture agent immobilized on a substrate and as a detection reagent bound with colloidal gold particles. It is shown that the effectiveness of the detection of VV is inversely related to the degree of purification of viruses from sub-viral structures. The sensitivity of the rapid detection of viruses in a crude preparation was about 30 times higher than in pure viral material. The increase in sensitivity, presumably, occurs due to binding to the capture antibodies of subviral structures, which form large aggregates of sensitized gold particles. The test does not detect cross-reactions with heterogeneous viruses (measles, rubella and chickenpox) that cause exantematous diseases.
Conclusion. The one-stage variant of the dot-immunoassay reduces the analysis time to 40 minutes and improves the detection sensitivity of orthopoxviruses in crude viral preparations to the range of 105-104 PFU / ml. Full makeup, ease of analysis and the ability to visually accounting for results allow the test to be used outside of laboratories.
References
1. Rimoin A.W., Graham B.S. Whither monkeypox vaccination. Vaccine. 2011; 29(Suppl. 4): D60-4. DOI: https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2011.09.004
2. Bondarev V.P., Terent'ev A.I., Mel'nikov S.A., Bondareva T.A. Vnedrenie tabletirovannoi ospennoi vaktsiny «TEOVAK» v seriinoe proizvodstvo dlya obespecheniya biologicheskoi bezopasnosti naseleniya Rossiiskoi Federatsii. Problemy osobo opasnykh infektsii. 2010; (2): 66-8.
3. Fitzgibbon J.E., Sagripanti J. Simultaneous identification of orthopoxviruses and alphaviruses by oligonucleotide macroarray with special emphasis on detection of variola and Venezuelan equine encephalitis viruses. J. Virol. Methods. 2006; 131(2): 160-7. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2005.08.007
4. Maksyutov R.A. Kompleksnyi podkhod k vidospetsifichnoi detektsii virusa ospy korov. Problemy osobo opasnykh infektsii. 2016; (4): 60-3. DOI: https://doi.org/10.21055/0370-1069-2016-4-60-63
5. Pulford D., Meyer H., Brightwell G., Damon I., Kline R., Ulaeto D. Amplification refractory mutation system PCR assays for the detection of variola and Orthopoxvirus. J. Virol. Methods. 2004; 117(1): 81-90. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2004.01.001
6. Probst A., Besse A., Favry E., Imbert G., Tanchou V., Castell F.A., et al. Human CD4 T cell epitopes selective for Vaccinia versus Variola virus. Mol. Immunol. 2013; 53(4): 453- 9. DOI: https://doi.org/10.1016/j.molimm.2012.10.011
7. Chen L., Wang H., Guo T., Xiao C., Liu L., Zhang X., et al. A rapid point-of-care test for dengue virus-1 based on a lateral flow assay with a near-infrared fluorescent dye. J. Immunol. Methods. 2018; 456: 23-7. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jim.2018.02.005
8. Ersh A.V., Poltavchenko A.G., P'yankov S.A., Agafonov A.P., Krivenchuk N.A., Butorin D.V. Metod kompleksnoi otsenki gumoral'nogo immuniteta k detskim vaktsinoupravlyaemym virusnym infektsiyam. Voprosy virusologii. 2015; 60(1): 45-9.
9. Poltavchenko A.G., Nechitaylo O.V., Filatov P.V., Ersh A.V., Gureyev V.N. Multiplex method for initial complex testing of antibodies to blood transmitted diseases agents. J. Virol. Methods. 2016; 236: 231-6. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2016.08.003
10. Skoups R. Metody ochistki belkov. Per s angl. M.: Mir; 1985: 66-72.
11. Poltavchenko A.G., Zaytzev B.N., Ersh A.V., Korneev D.V., Taranov O.S., Filatov P.V., et al. The selection and optimization of the detection system for self-contained multiplexed dot-immunoassay. J. Immunoassay Immunochem. 2016; 37(5): 540-54. DOI: https://doi.org/10.1080/15321819.2016.1174134
12. Poltavchenko A.G., Zaitsev B.N., Ersh A.V., Taranov O.S., Korneev D.V., Nikonov A.M. Selection of Substrate Material for Protein Matrices. Prot. Met. Phys. Chem+. 2016; 52(2): 301-7. DOI: https://doi.org/10.1134/S2070205116020234
