Новый алгоритм гистопатологической диагностики перипротезной инфекции с применением шкалы CD15 focus score и компьютерной программы CD15 QuantiFier

Статья в Elpub

Травматология и ортопедия России. 2015; : 76-85

Новый алгоритм гистопатологической диагностики перипротезной инфекции с применением шкалы CD15 focus score и компьютерной программы CD15 QuantiFier

Кренн Ф. , Колбель Б. , Винерт С. , Димитриадис Ж. , Кендоф Д. , Герке Т. , Хубер М. , Фроммельт Л. , Тиманн А. , Узбек С. , Атцродт Ф. , Зэгер К. , Божкова С. А.

https://doi.org/10.21823/2311-2905-2015-0-3-76-85

Аннотация

Целью настоящего исследования явилась разработка алгоритма для диагностики ППИ на основе нового упрощенного метода (CD15 focus score) подсчета CD15-положительных нейтрофильных гранулоцитов (CD15 НГ) в синовиально-подобной поверхностной мембране (SLIM). Материал и методы. В исследование включили 91 пациента, у которого во время ревизионных операций на крупных суставах (59 тазобедренных и 32 коленных) были забраны образцы SLIM. Было выполнено микробиологическое исследование полученных образцов тканей. Иммуногистохимическими методами были идентифицированы CD15 НГ. Подсчет количества CD15 НГ проводили разработанным методом в соответствии с принципом максимальной фокусной инфильтрации (CD15 НГ/фокус) в одном поле зрения одинаковой площади (около 0,3 мм²). Для оптимизации исследования был разработан и использован метод автоматического количественного анализа с применением компьютерной программы CD15 Quantifier. Результаты. Пациенты были разделены на группу ППИ (n = 47) и контрольную группу (n = 44) в соответствии с результатами микробиологического исследования, наличием или отсутствием других клинико-лабораторных признаков инфекционного процесса. Показатель CD15 НГ/фокус в образцах SLIM у пациентов с ППИ был значимо больше, чем в контрольной группе (p<0,001). Оптимальный диагностический порог для установки диагноза ППИ составил 50 CD15 НГ/фокус. Чувствительность разработанного метода в сравнении с микробиологическими данными составила 0,83; специфичность - 0,864; точность - 0,846. Установлено, что при CD15 НГ/фокусе более 62 клеток программа CD15 Quantifier всегда проводила анализ образцов быстрее врача, использующего компьютерную морфометрию. При этом применение автоматизированного метода подсчета позволяло врачу сократить время подсчета в среднем на 32 секунды. Заключение. Гистопатологическая диагностика с применением метода CD15 focus score и программы CD15 Quantifier позволяет достичь стандартизации количественных методов, необходимой для дифференциальной диагностики перипротезной инфекции и асептического расшатывания эндопротеза. В отличие от микробиологической диагностики гистопатологический метод требует меньшего времени, особенно когда есть подозрение на перипротезную инфекцию, обусловленную низковирулентным бактериальным патогеном. Надо отметить, что новые аналитические методы ни в коем случае не заменяют работу врача, но могут помочь повысить точность диагностики и сократить время, затрачиваемое на исследование.

Список литературы

1. Banit D.M., Kaufer H., Hartford J.M. Intraoperative frozen section analysis in revision total joint arthroplasty. Clin Orthop. 2002; (401):230-238.

2. Fink B., Makowiak C., Fuerst M., Berger I., SchäferP., Frommelt L. The value of synovial biopsy, joint aspiration and C-reactive protein in the diagnosis of late peri-prosthetic infection of total knee replacements. J Bone Joint Surg. 2008; 90-B:874-878.

3. Fink B., Gebhard A., Fuerst M., Berger I., SchäferP. High diagnostic valueof synovial biopsyin periprosthetic joint infectionof the hip. Clin Orthop. 2013; 471:956-964.

4. Knapp W.Leucocyte typing IV:whitecell differentiation antigens.Oxford;NewYork:Oxford University Press,1989.

5. Krenn V., Morawietz L., Burmester G.R.,Kinne R.W., Mueller-Ladner U.,Muller B.,Haupl T.Synovitisscore: discriminationbetween chronic low-grade and high-grade synovitis. Histopathology. 2006; 49(4):358-364.

6. Krenn V., Morawietz L., Perino G., Kienapfel H., Ascherl R., Hassenpflug G.J., Thomsen M., Thomas P., Huber M., Kendoff D., Baumhoer D., Krukemeyer M.G.,Natu S., Boettner F., Zustin J.,Kölbel B.,Rüther W., Kretzer J.P., Tiemann A.,Trampuz A., Frommelt L., Tichilow R.,Söder S.,Müller S.,Parvizi J., Illgner U., Gehrke T. Revised histopathological consensus classificationof joint implant related pathology. Pathol Res Pract. 2014; 210(12):779-786.

7. Lonner J.H.,Desai P., Dicesare P.E., Steiner G., Zuckerman J.D. The reliability of analysis of intraoperative frozen sections for identifying active infection during revision hip or knee arthroplasty. J Bone Joint Surg Am. 1996;78:1553-1558.

8. Morawietz L., Classen R.A., Schröder J.H., Dynybil C., Perka C., Skwara A., Neidel J., Gehrke T., Frommelt L., Hansen T., Otto M., Barden B., Aigner T., Stiehl P., Schubert T., Meyer-Scholten C.,König A., Ströbel P., Rader C.P., Kirschner S., Lintner F.,Rüther W., Bos I,. Hendrich C., Kriegsmann J., Krenn V. Proposalfora histopathological consensus classificationofthe periprosthetic interface membrane. J Clin Pathol. 2006; 59(6):591-597.

9. Morawietz L., GehrkeT., ClaßenR.A.,BardenB.,OttoM., HansenT., AignerT., StiehlP., Neidel J., Schröder J.H., Frommelt L., SchubertT., Meyer-Scholten C.,König A., StröbelP., Rader C.P., Kirschner S., LintnerF.,RütherW., Skawara A., Bos I., Kriegsmann J., KrennV.Vorschlagfür eine Konsensus-Klassifikation der periprothetischen Membran gelockerterHüft-und Knieendoprothesen. Pathologe. 2004; 25(5):375-384.

10. Morawietz L.,Tiddens O.,Mueller M.,Tohtz S.,Gansukh T.,Schroeder J.H.,Perka C.,Krenn V.Twenty-three neutrophil granulocytes in 10 high-power fields is the best histopathological threshold to differentiate between aseptic and septic endoprothesis loosening. Histopathology. 2009; 54:847-853.

11. Munro J.M.,Lo S.K., Corless C., Robertson M.J.,Lee N.C., Barnhill R.L.,Weinberg D.S., Bevilacqua M.P. Expressionof sialyl-Lewis X, an E-selectin ligand, in inflammation, immune processes and lymphoid tissues. Am J Pathol. 1992; 141(6):1397-1408.

12. Pandey R., Drakoulakis E., Athanasou N.A. An assessment of the histological criteria used to diagnose infection in hip revision arthroplasty tissues. J Clin Pathol. 1999; 52:118-123.

13. Ruifrok A.C., Johnston D.A. Qualificationofhistochemical stainingbycolor deconvolution. Anal Quant Cytol Histol. 2001; 23:291-299.

14. Scholzen T.,Gerdes J.The KI-67 protein: from the known and the unkown. J Cell Physiol. 2000; 182:311-322.

15. Wienert S., Heim D., Saeger K., Stenzinger A., Beil M., HufnaglP., Dietel M., Denkert C., KlauschenF. Detection and segmentation of cell nucleiin virtual microscopy images:a minimum-model approach. Sci Rep. 2012; 2:503.

16. Wienert S., Heim D., Kotani M., Lindequist B., Stenzinger A., Ishii M., HufnaglP., Beil M., Dietel M., Denkert C., KlauschenF. CognitonMaster: an object-based image analysis framework. Diagn Pathol. 2013; 8:34.

17. Zmistowski B., DellaValle C., Bauer T.W., Malizos K.N. Diagnosisof periprothetic joint infection. J Orthop Res. 2014; 32:98-107.

Traumatology and Orthopedics of Russia. 2015; : 76-85

A new algorithm for histopathological diagnosis of periprosthetic infection using CD15 focus score and computer program CD15 Quantifier

Krenn V. , Kölbel B. , Wienert S. , Dimitriadis J. , Kendoff D. , Gehrke T. , Huber M. , Frommelt L. , Tiemann A. , Usbeck S. , Atzrodt V. , Saeger K. , Bozhkova S. A.

https://doi.org/10.21823/2311-2905-2015-0-3-76-85

Abstract

Introduction. A simple microscopic diagnostic quantification system for neutrophile granulocytes (NG) was developed evaluating a single focal point (CD15 focus score) which enables the detection of bacterial infection in SLIM (synoviallike interface membrane) Additionally a diagnostic algorithm is proposed how to use the CD15 focus score and the quantification software (CD15 Quantifier). Methods. 91 SLIM removed during revision surgery for histopathological diagnosis (hip; n=59 and knee; n=32) underwent histopathological classification according to the SLIM-consensus classification. NG where identified immunohistochemically by means of a CD15-specific monoclonal antibody exhibiting an intense granular cytoplasmic staining pattern. This pattern is different from CD15 expression in macrophages showing a pale and homogenous expression in mononuclear cells. The quantitative evaluation of CD15-positive neutrophils granulocytes (CD15NG) used the principle of maximum focal infiltration (focus) together with an assessment of a single focal point (approximately 0.3 mm²). This immunohistochemical data made it possible to develop CD15 Quantifier software which automatically quantifies CD15NG. Results. SLIM-cases with positive microbiological diagnosis (n=47) have significantly (p<0.001, Mann-Whitney U test) more CD15NG/focal point than cases with negative microbiological diagnosis (n=44). 50 CD15NG/focal point were identified as the optimum threshold when diagnosing infection of periprosthetic joints using the CD15 focus score. If the microbiological findings are used as a ‘gold standard’ the diagnostic sensitivity is 0.83, specificity is 0.864. (PPV: 0.87; NPV: 0.83; accuracy 0.846; AUC: 0.878.) The evaluation findings for the preparations using the CD15 Quantifier (n=31) deviated in an average of 12 cells from the histopathological evaluation findings (CD15focus score). From a cell-count greater 62 CD15 Quantifier needs on average 32 seconds less than the diagnostic pathologist. Conclusion. The CD15 focus score, and the use of the «CD15 Quantifier» software which is thereby made possible, offers an automated procedure which shortens the mentally tiring and time-consuming process of microscopic cell-counting. The proposed diagnostic algorithm (how to use the CD15 focus score and the quantification software, CD15 Quantifier) may contribution towards the standardisation for periprosthetic joint infection and diagnosing bacterial infections in the SLIM.

References

1. Banit D.M., Kaufer H., Hartford J.M. Intraoperative frozen section analysis in revision total joint arthroplasty. Clin Orthop. 2002; (401):230-238.

3. Fink B., Gebhard A., Fuerst M., Berger I., SchäferP. High diagnostic valueof synovial biopsyin periprosthetic joint infectionof the hip. Clin Orthop. 2013; 471:956-964.

4. Knapp W.Leucocyte typing IV:whitecell differentiation antigens.Oxford;NewYork:Oxford University Press,1989.

12. Pandey R., Drakoulakis E., Athanasou N.A. An assessment of the histological criteria used to diagnose infection in hip revision arthroplasty tissues. J Clin Pathol. 1999; 52:118-123.

13. Ruifrok A.C., Johnston D.A. Qualificationofhistochemical stainingbycolor deconvolution. Anal Quant Cytol Histol. 2001; 23:291-299.

14. Scholzen T.,Gerdes J.The KI-67 protein: from the known and the unkown. J Cell Physiol. 2000; 182:311-322.

17. Zmistowski B., DellaValle C., Bauer T.W., Malizos K.N. Diagnosisof periprothetic joint infection. J Orthop Res. 2014; 32:98-107.