<i>Moraxella osloensis</i> в микробиоте репродуктивного тракта при бесплодии: случайные находки или маркеры патологии?

Главная

Статья в Elpub

РУС ENG

Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2021; 98: 28-35

Moraxella osloensis в микробиоте репродуктивного тракта при бесплодии: случайные находки или маркеры патологии?

Годовалов А. П., Карпунина Н. С., Карпунина Т. И.

https://doi.org/10.36233/0372-9311-53

Аннотация

Цель работы — анализ возможной роли Moraxella osloensis в микробиоте генитального тракта мужчин и женщин при бесплодии.
Материалы и методы. Проведено исследование образцов содержимого уретры мужчин и отделяемого заднего свода влагалища женщин репродуктивного возраста, состоящих в бесплодном браке. Культуральное исследование осуществляли с использованием элективных питательных сред с последующей идентификацией культур по биохимическим свойствам. Метагеномное исследование 16S рибосомальной РНК образцов осуществлено на платформе «Illumina MiSeq».
Результаты. При метагеномном исследовании содержимого генитального тракта мужчин и женщин, состоящих в бесплодном браке, а также пациентов с диагнозом «острая генитальная гонококковая инфекция» в 100% образцов, зачастую в значительном количестве, зарегистрированы фрагменты генома Moraxella spp., среди которых M. osloensis занимали лидирующие позиции. У женщин доля M. osloensis была в 2 раза больше, чем у мужчин (25,3 ± 9,0 и 11,7 ± 9,3% соответственно). Показана высокая частота встречаемости ассоциаций M. osloensis с другими оппортунистическими патогенами, в частности G. vaginalis и E. faecalis. Представляется, что M. osloensis могут способствовать развитию и поддерживают бессимптомный воспалительный процесс. Более того, постоянное присутствие моракселл в микробиоте при гонококковой инфекции может указывать и на их определенную патогенетическую активность, и на синергичный характер взаимоотношений между M. osloensis и N. gonorrhoeae.
Заключение. Можно полагать, что именно M. osloensis формируют консорциумы, обусловливающие патосимбиоценоз в репродуктивных органах. Снижение фертильности на фоне асимптомного хронического воспаления при устойчиво сложившемся симбиоценозе, включающем моракселлы, предлагается рассматривать как индикаторное состояние для этой патологии, а M. osloensis — как её маркер.

Список литературы

1. Kamińska D., Gajecka М. Is the role of human female reproductive tract microbiota underestimated? Benef. Microbes. 2017; 8(3): 327–43. https://doi.org/10.3920/BM2015.0174

2. Buchta V. Vaginal microbiome. Ceska Gynekol. Winter. 2018; 83(5): 371–9.

3. Gardner H.L., Dukes C.D. Haemophilus vaginalis vaginitis: a newly defined specific infection previously classified non-specific vaginitis. Am. J. Obstet. Gynecol. 1955; 69(5): 962–76.

4. Piot P., Van Dyck E., Totten P.A., Holmes K.K. Identification of Gardnerella (Haemophilus) vaginalis. J. Clin. Microbiol. 1982; 15(1): 19–24. https://doi.org/10.1128/jcm.15.1.19-24.1982

5. Machado A., Cerca N. Influence of biofilm formation by Gardnerella vaginalis and other anaerobes on bacterial vaginosis. J. Infect. Dis. 2015; 212(12): 1856–61. https://doi.org/10.1093/infdis/jiv338

6. Damke E., Kurscheidt F.A., Irie M.M.T., Gimenes F., Consolaro M.E.L. Male partners of infertile couples with seminal positivity for markers of bacterial vaginosis have impaired fertility. Am. J. Mens. Health. 2018; 12(6): 2104–15. https://doi.org/10.1177/1557988318794

7. Ravel J., Gajer P., Abdo Z., Schneider G.M., Koenig S.S., McCulle S.L., et al. Vaginal microbiome of reproductive-age women. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011; 108(Suppl. 1): 4680–7. https://doi.org/10.1073/pnas.1002611107

8. Martin D.H., Marrazzo J.M. The vaginal microbiome: current understanding and future directions. J. Infect. Dis. 2016; 214(Suppl. 1): S36–41. https://doi.org/10.1093/infdis/jiw184

9. Martin D.H., Zozaya M., Lillis R., Miller J., Ferris M.J. The microbiota of the human genitourinary tract: trying to see the forest through the trees. Trans. Am. Clin. Climatol. Assoc. 2012; 123: 242–56.

10. Hong X., Fang S., Huang K., Yin J., Chen J., Xuan Y., et al. Characteristics of the vaginal microbiome in cross-border female sex workers in China: a case-control study. PeerJ. 2019; 7: e8131. https://doi.org/10.7717/peerj.8131

11. Li F., Chen C., Wei W., Wang Z., Dai J., Hao L., et al. The metagenome of the female upper reproductive tract. Gigascience. 2018; 7(10): giy107. http://doi.org/10.1093/gigascience/giy107

12. Morax V. Note sur un diplobacille pathogéne pour la conjunctivite humaine. Ann. Inst. Pasteur. 1896; 10: 337–45.

13. LaCroce S.J., Wilson M.N., Romanowski J.E., Newman J.D., Jhanji V., Shanks R.M.Q., et al. Moraxella nonliquefaciens and M. osloensis are important Moraxella species that cause ocular infections. Microorganisms. 2019; 7(6): 163. https://doi.org/10.3390/microorganisms7060163

14. Henriksen S.D. Moraxella, Acinetobacter, and the Mimeae. Bacteriol. Rev. 1973; 37(4): 522–61.

15. Riley P.S., Hollis D.G., Weaver R.E. Characterization and differentiation of 59 strains of Moraxella urethralis from clinical specimens. Appl. Microbiol. 1974; 28(3): 355–8.

16. Abdolrasouli A., Amin A., Baharsefat M., Roushan A., Hemmati Y. Moraxella catarrhalis associated with acute urethritis imitating gonorrhoea acquired by oral-genital contact. Int. J. STD AIDS. 2007; 18(8): 579–80. http://doi.org/10.1258/095646207781439775

17. Gómez-Camarasa C., Fernández-Parra J., Navarro-Marí J.M., Gutiérrez-Fernández J. Moraxella osloensis emerging infection. Visiting to genital infection. Rev. Esp. Quimioter. 2018; 31(2): 178–81. (in Spanish)

18. Coker D.M., Griffiths L.R. Moraxella urethritis mimicking gonorrhoea. Genitourin. Med. 1991; 67(2): 173–4. http://doi.org/10.1136/sti.67.2.173-a

19. Богун А.Г., Кисличкина А.А., Галкина Е.В., Майская Н.В., Соломенцев В.И., Мухина Т.Н. и др. Использование современных методов идентификации бактерий в деятельности государственной коллекции патогенных микроорганизмов и клеточных культур (ГКПМ-Оболенск). Инфекция и иммунитет. 2016; 6(3): 8.

20. Shaffer M., Armstrong A.J.S., Phelan V.V., Reisdorph N., Lozupone C.A. Microbiome and metabolome data integration provides insight into health and disease. Transl. Res. 2017; 189: 51–64. https://doi.org/10.1016/j.trsl.2017.07.001

21. Кубанов А.А., Барышков К.В., Честков А.В., Шаскольский Б.Л., Грудянов Д.А., Дерябин Д.Г. Генотипическое разнообразие популяции Neisseria gonorrhoeae в Архангельске (Россия): механизмы формирования и связь с устойчивостью к антимикробным препаратам. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2018; 36(3): 43–8. http://doi.org/10.17116/molgen20183603143

22. Di Capua C., Bortolotti A., Farías M.E., Cortez N. UV-resistant Acinetobacter sp. isolates from Andean wetlands display high catalase activity. FEMS Microbiol. Lett. 2011; 317(2): 181–9. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.2011.02231.x

23. Kubota H., Mitan A., Niwano Y., Takeuch K., Tanaka A., Yamaguchi N., et al. Moraxella species are primarily responsible for generating malodor in laundry. Appl. Environ. Microbiol. 2012; 78(9): 3317–24. https://doi.org/10.1128/aem.07816-11

24. Beney L., Gervais P. Influence of the fluidity of the membrane on the response of microorganisms to environmental stresses. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2001; 57(1-2): 34–42. https://doi.org/10.1007/s002530100754

25. Sugimoto C., Miyagawa E., Nakazawa M., Mitani K., Ishizawa Y. Cellular fatty acid composition comparisons of Haemophilus equigenitalis and Moraxella species. Int. J. Syst. Bacteriol. 1983; 33(2): 181–7. https://doi.org/10.1099/00207713-33-2-181

26. Tan L., Grewal P.S. Endotoxin activity of Moraxella osloensis against the grey garden slug, Deroceras reticulatum. Appl. Environ. Microbiol. 2002; 68(8): 3943–7. http://doi.org/10.1128/aem.68.8.3943-3947.2002

27. Баранова Е.Д., Дружинин В.Г. Состав бактериальной микрофлоры человека: генотоксические и канцерогенные эффекты, ассоциированные с его изменениями в различных органах. Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 2019; 37(2): 58–63. https://doi.org/10.17116/molgen20193702158

28. Cerca N., Vaneechoutte M., Guschin A., Swidsinski A. Polymicrobial infections and biofilms in women's health: Gahro Expert Group Meeting Report. Res. Microbiol. 2017; 168(9-10): 902–4. http://doi.org/10.1016/j.resmic.2017.07.002

29. Khan S., Voordouw M.J., Hill J.E. Competition among Gardnerella subgroups from the human vaginal microbiome. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2019; 9: 374. http://doi.org/10.3389/fcimb.2019.00374

30. Hill J.E., Albert A.Y.K., VOGUE Research Group. Resolution and сooccurrence patterns of Gardnerella leopoldii, G. swidsinskii, G. piotii, and G. vaginalis within the vaginal microbiome. Infect. Immun. 2019; 87(12): e00532-19. http://doi.org/10.1128/IAI.00532-19

31. Castro J., Jefferson K.K., Cerca N. Genetic heterogeneity and taxonomic diversity among Gardnerella species. Trends Microbiol. 2020; 28(3): 202–11. http://doi.org/10.1016/j.tim.2019.10.002

32. Nisha K., Antony B., Udayalaxmi J. Comparative analysis of virulence factors & biotypes of Gardnerella vaginalis isolated from the genital tract of women with & without bacterial vaginosis. Indian. J. Med. Res. 2019; 149(1): 57–61. http://doi.org/10.4103/ijmr.IJMR_1674_16

33. Савичева А.М., Крысанова А.А., Лищук О.В. Единственная в своём роде? StatusPraesens. Гинекология, акушерство, бесплодный брак. 2019; (5): 32–40.

34. Belkaid Y., Hand T.W. Role of the microbiota in immunity and inflammation. Cell. 2014; 157(1): 121–41. https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.03.011

Journal of microbiology, epidemiology and immunobiology. 2021; 98: 28-35

Moraxella osloensis as a part of genital tract microbiota in infertility: incidental findings or pathology markers?

Godovalov A. P., Karpunina N. S., Karpunina T. I.

https://doi.org/10.36233/0372-9311-53

Abstract

Aim. To assess the potential role of M. osloensis in genital microbiota of infertile males and females..
Materials and methods. Samples from men’s urethra and women’s posterior vaginal fornix in barren couples of the reproductive age were examined. Cultivation was carried out using elective culture media with subsequent identification of strains by biochemical properties. A metagenomic study of 16S ribosomal RNA samples was performed on the Illumina MiSeq platform using the MiSeq Reagent Kits v3 kit (600-Cycle Kit).
Results. Metagenomic study of samples from genital tracts of barren married couples, as well as from patients with suspected «acute genital gonococcal infection» demonstrated that all samples (100%) contained fragments of the Moraxella spp. genome, mostly in a huge amount, among which M. osloensis occupied leading positions. In women, the proportion of M. osloensis was twice as large as in men (25.3 ± 9.0 and 11.7 ± 9.3%, respectively). A high frequency of association of M. osloensis with other opportunistic pathogens, G. vaginalis and E. faecalis in particular, was established. It appears that M. osloensis can contribute to development of asymptomatic inflammatory process. Moreover, the constant presence of moraxellas in the microbiota during gonococcal infection may indicate their certain pathogenetic activity, and the synergistic nature of the relationship between M. osloensis and N. gonorrhoeae.
Conclusion. We assume that it is M. osloensis that forms the consortia determining pathosymbiocenosis in the reproductive organs. In this context, we propose to consider a decrease in fertility with a steadily established symbiocenosis, including moraxella, as an indicative condition for this pathology, and M. osloensis as its marker.

References

1. Kamińska D., Gajecka M. Is the role of human female reproductive tract microbiota underestimated? Benef. Microbes. 2017; 8(3): 327–43. https://doi.org/10.3920/BM2015.0174